Кролики отличаются от других лабораторных животных своим спокойствием и относительно слабым сопротивлением при фиксации. Привязывают их к специальным станкам или вивисекционным столам таким же образом, как кошек и собак. Следует иметь в виду, что при сильном запрокидывании головы у кроликов легко возникает смерть от удушья. Помощник может фиксировать кролика двумя руками, удерживая его левой рукой за кожу спины в области затылка, а правой - в области крестца или за задние конечности.
Удобен способ фиксации кроликов с помощью индивидуального ящика (бокса) с круглой прорезью в передней стенке или специального иммобилизационного станка. При этом голову животного выводят сквозь отверстие передней стенки наружу, а туловище размещают внутри станка (клетки, ящика; рис. 56). С помощью вставной дощечки можно сокращать внутренние размеры бокса в зависимости от величины животного.

Фиксировать кролика можно и другими способами. Опеленать его туловище и конечности полотенцем или куском прочной материи или, сидя на стуле, зажать задние конечности животного между ног, а левой рукой удерживать за кожу в области спины или за голову, правая рука остается свободной для манипуляций.
Для вживления электродов в головной мозг кроликов используют специальный стереотаксический аппарат, надежно фиксирующий голову животного.
При выполнении экспериментальных работ на органе зрения можно воспользоваться устройством для фиксации кроликов и других животных, предложенным Э.М. Мироновой и соавт. (1976). Оно состоит из внешней и внутренней «труб» и позволяет надежно закрепить туловище и голову животного при свободном доступе к глазам.
В качестве роторасширителя для кроликов, при необходимости введения им желудочного зонда, Н.И. Ложкин (1968) рекомендует использовать преобразованный винтовой лабораторный зажим прямоугольной формы (рис. 57). К нижним поверхностям подвижной и неподвижной рамок зажима приклеивают две пластинки из органического стекла толщиной 5 мм (верхняя) и 19 мм (нижняя). На верхней поверхности подвижной пластинки и нижней поверхности неподвижной сделаны овальные углубления размером 2-3 мм для резцовых зубов соответственно верхней и нижней челюстей кролика. Фиксированному кролику шпателем приоткрывают рот, вставляют роторасширитель со сближенными верхней и нижней пластинками таким образом, чтобы верхние и нижние резцы попали в овальные углубления. Поворотом гайки увеличивают расстояние между рамками до максимального раскрытия полости рта. Резиновый зонд при использовании данного роторасширителя можно вводить без посторонней помощи.

Наркоз. Кролики весьма чувствительны к хлороформу и быстро погибают от него.
Небольшими концентрациями этилового эфира можно вызвать неглубокий наркоз. Для получения глубокого наркоза эфир следует добавлять небольшими порциями, осторожно. Необходимо помнить, что при одновременной даче большой дозы эфира может наступить остановка дыхания и смерть. Лучше пользоваться смесью эфира с кислородом.
Кролики хорошо переносят уретановый наркоз. Уретан вводят по 0,6-1 г на 1 кг массы внутрибрюшинно и внутримышечно (20- 40 %-й раствор).
Хлоралгидрат вводят в виде 10-12 %-го раствора внутривенно в дозе 100-150мг/кг или ректально в дозе 300-500 мг/кг. Смесь хлоралгидрата с одним из наркотических анальгетиков (промедолом, фентонилом, дроперидолом) вводят внутримышечно.
Для воспроизведения наркоза используют также барбитураты кратковременного (гексенал, тиопентал) и среднего (этаминал, барбамил) действия.

В современной жизни кролик – домашний питомец, явление далеко не редкое. Большое количество крольчат ежедневно приобретают на птичьих рынках и в зоомагазинах. Людей (чаще всего детей) привлекает маленький размер, доброта и общительность этих зверьков.

Однако, физиологические особенности, такие как половое созревание и половое поведение в целом, способны сильно затруднить общение с пушистым питомцем, создать дискомфорт в квартире, а явиться причиной расставания с любимцем.
Кролики известны своей склонностью к быстрому половому созреванию, массовому размножению, что является одним из способов выживания вида Oryctolagus cuniculus (кролик европейский) в природе.
Достигнув половой зрелости в возрасте 3-4 месяцев, крольчиха способна регулярно (каждые 1-2 месяца) приносить большое потомство и находиться в состоянии беременности большую часть своей жизни.
Самцы постоянно проявляют половое поведение, агрессивность, борьбу за самок, что так же важно для продолжения рода.
Став домашним, декоративным питомцем, кролик, тем не менее, не утратил своих инстинктов. Именно этим объясняется то, что приобретенный в зоомагазине пушистый комочек, такой ласковый и добрый поначалу, после достижения возраста 3-4 месяцев (или несколько позже), резко меняет свое поведение и характер. Так на нем отражается половое созревание.
Независимо от пола, кролик становится агрессивным, кусается, метит территорию, гремит решеткой клетки, стучит лапами, грызет мебель и раздирает ткани (шторы, покрывала и т.д.). В некоторых случаях – бросается на хозяев, пытается оцарапать и укусить.
Не стоит в этих ситуациях обижаться и наказывать зверя. Это его естественное стремление завоевать место в «стае», проявление резкого повышения уровня половых гормонов в крови.
При условии проживания вашего питомца в городской квартире, чаще всего в одиночку (если у вас нет планов создать дома филиал кроликофермы), гуманным является освобождение питомца от половых инстинктов. Причем, чем раньше вы это сделаете, тем меньше риск формирования у него половой доминанты поведения.
Проблемы возникают и если у вас дома живет разнополая или однополая пара (или группа) кроликов или кролик делит жилплощадь с животными других видов (кошки, морские свинки, маленькие собачки). Ко всем своим соседям кролик будет подходить, прежде всего, с «половой» точки зрения.
В этот момент на помощь владельцу и приходит ветеринарный врач, который способен путем проведения относительно несложных хирургических операций по удалению половых желез разрешить все перечисленные проблемы.
С учетом того, что официально аннотированных гормональных препаратов для подавления функции половых желез кроликов в настоящее время в России нет, операция остается основным путем.
После проведения операции у кролика в течение нескольких недель постепенно (от значительно снижения до полного прекращения) исчезают описанные проблемы поведения. Питомец становится спокойнее, общительнее, перестает метить территорию, легче идет на контакт.

Следует различать операции, проводимые у самцов и самок.

Кастрация (орхидэктомия) самца – удаление семенников. Относительно простая, не полостная операция, которая проводиться под общей (газовой) анестезией с дополнительным местным обезболиванием в области вмешательства. Риск применения средств для наркоза и послеоперационных осложнений минимален. Шов достигает размера 1-2 см. Чаще всего он не требует ухода и снятия. Послеоперационный уход практически отсутствует.

Стерилизация (фактически кастрация, овариогистероэктомия) самки – удаление яичников, рогов матки и большей части ее тела. Более сложная, полостная операция, требующая глубокой анестезии. Проводится с применением газового наркоза и дополнительного медикаментозного обезболивания. Послеоперационный уход может требовать обработки швов, курса антибиотикотерапии (редко), защиты шва от разгрызания.

Преимущества кастрации (стерилизации) складываются из:
- отсутствия выраженного полового поведения;
- отсутствия нежелательного потомства;
- отсутствия синдрома «ложной беременности» у крольчих;
- снижение риска получения инфицированных кусанных ран, вследствии конфликтов между кроликами или кроликом и другим животным.
- профилактики патологии (нарушения, дистоции) родовой деятельности;
- снижения риска развития воспалительных процессов (мастита) и новообразований молочных желез;
- отсутствие риска развития новообразований и воспаления матки (пиометры) у самок
- отсутствие риска развития новообразований и абсцессов мошонки и семенников у самцов.
- отсутствие финансовых трат и потери времени, возникающих при лечении описанных выше патологий.
- удлиняется срок жизни кролика.

Риски и негативные последствия:
- анестезиологический риск – вероятность гибели кролика во время и в первые сутки после операции из-за наличия скрытых патологии внутренних органов или индивидуальной (повышенной) чувствительности к наркозу.
При использовании газового (ингаляционного) наркоза данные риск не высок (менее 1%);
- саморазгрызание кроликом операционных швов. Данная проблема мало актуальна для кроликов, т.к. именно данные животные практически никогда не проявляют интереса ко шву (при небольшом размере операционной раны, обычно 2-4 см);
- удаление половых желез способствует набору лишней массы и развитию ожирения. Проблема существует. Однако, следует заметить, что она характерна и для некастрированных животных, т.к. в условиях содержания в квартире создаются оптимальные условия (малая подвижность, избыточное кормления) для набора массы за счет жировых отложений. Физических нагрузок и кормления преимущественно сеном и овощами достаточно для профилактики ожирения (только начинать профилактику следует с момента приобретения кролика).

Противопоказаниями для подобных операций являются:
- племенная ценность животного;
- возраст старше 4 лет (при отсутствии прямых показаний);
- острые или хронические заболевания (прежде всего, сердечно-сосудистой и дыхательной систем).
Таким образом, кастрация (стерилизация) кролика, особенно в раннем возрасте, решает для владельца массу проблем - сохраняет здоровье кролика, удлиняет продолжительность жизни питомца, способствует психологическому комфорту в семье.

Ветеринарный врач Казаков Артем Аркадьевич

Разина А.В., Фролова А.И., Сергеев М.А.
ФГОУ ВПО «Казанская государственная академия ветеринарной медицины им. Н.Э.Баумана»

Расширение видового спектра животных, содержащихся в домашних условиях (декоративные кролики, крысы, хомячки, хорьки и др.), и наличие у них хирургической патологии требует разработки надежного обезболивания при выполнении оперативных вмешательств различной продолжительности и сложности с минимальным влиянием на гомеостаз.

Материалы и методы

Опыты проведены на 15 кроликах в возрасте б месяцев, которые были разделены по принципу аналогов на 3 группы (по 5 животных в каждой).

Животным первой группы для премедикации вводили 2%раствор ксилозина гидрохлорида (рометара) внутримышечно в дозе 4.0-6,0 мг/кг массы, а затем внутривенно в краевую вену уха вводили 1 % водную эмульсию пропофола (дипривана) из расчета 5,0-7,5 мг/кг массы тела.

Животным второй группы вводили внутривенно золетил-50 в дозе 6,6 мг/кг массы

Животным третьей группы вводили внутримышечно рометар в дозе 4,0-6,0 мг/кг, а через 20 минут внутримышечно - золетил-50 в дозе 5-10 мг/кг.

Показатели температуры тела, пульса и дыхания, характеризующие общий клинический статус животных, начинали определять до введения анестетиков, а затем после: через 10, 30, 60 минут, 3 и 24 часа.

При определении глубины анестезии, учитывали высоту амплитуды экскурсии грудной клетки, цвет слизистой оболочки ротовой полости и языка, тонус жевательных мышц, экстензоров и флексоров суставов конечностей, оценивали степень дилатацпи зрачка, выраженность реакции зрачка на изменение освещенности и корнеального рефлекса (прикосновение к конъюнктиве, роговице), степень кожной болевой чувствительности (уколом иглой кожи у корня хвоста, внутренней поверхности бедра, мочки носа), условные реакции.

Частоту сердечных сокращений определяли по формуле, используя запись ЭКГ. Число ударов в минуту равно 3000, деленное на расстояние между двумя комплексами в мм (Мартин М..2004). Запись осуществляли во втором отведении со скоростью движения бумаги 50 мм/с с игольчатых электродов, закрепленных на грудных конечностях в области плеча, а на тазовых - в области бедра.

Результаты исследований.

1 группа: Через 5 минут после введения рометара у кроликов первой группы отмечалось сужение зрачка, животные опускали голову. Наблюдались легкая седация и умеренное снижение болевой чувствительности. Но даже при попытке придать им боковое положение животные оказывали сопротивление.

Через 10 минут после премедикации седация усиливалась, однако на некоторые манипуляции, связанные с фиксацией в боковом положении, животные оказывали достаточно активное сопротивление.

Через 5 минут после внутривенного введения дипривана у кроликов наблюдалась хорошо выраженная релаксация мышц конечностей, но корнеальный рефлекс и болевая чувствительность сохранялись, что исключало возможность выполнения даже малых хирургических вмешательств. Животные начинали самостоятельно передвигаться уже через 30-35 минут после введения пропофола.

У животных этой группы установлено кратковременное незначительное повышение температуры тела, а после введения дипривана началось снижение: через 5 минут на 0,8°С, через 30 - на 2,2°С, а через час на 2,3°С (Рис.1).

У кроликов этой группы после премедикации рометаром отмечалось урежение частоты сердечных сокращений до 156 уд/мин, что на 35% ниже исходных данных, которое продолжалось и после введения пропофола, а через 30 минут появилась тенденция к постепенной нормализации данного показателя (Рис.2).

Описанные изменения сопровождались и урежением дыхания: через 15 минут после премедикацип на 10 дых. дв/мин, через 5 минут после введения дппривана на 18 дых. дв/мин по сравнению с первоначальным значением, которое составляло 70 дых. дв/мин.. Через 30 минут зарегистрировано 48 дых.дв./мин. и лишь через час появились признаки начавшегося восстановления частоты дыхания (56 дых. дв./мин.) (Рис.3).

Проведенные в дальнейшем исследования показали, что температура тела, частота пульса и дыхания через 24 часа после попытки введения кроликов в состояние обшей анестезии данным способом не отличались от полученных до начала введения препаратов.

2 группа: После внутривенного введения 5% раствора золетпла кроликам второй группы наблюдали мгновенную релаксацию мышц. Корнеальный рефлекс и болевая чувствительность через 1 минуту отсутствовали, но уже через 5 минут после появились вновь. Через час восстановилась двигательная активность кроликов, а через 1,5 часа они уже могли самостоятельно передвигаться.

При изучении показателей, характеризующих клинический статус подопытных кроликов этой группы, установлено понижение температуры тела, которое началось через 5 минут после введения золетила и через 30 температура тела была на 1,2°С, а через час на 1,6°С ниже исходного уровня (Рис.1).

После введения препарата регистрировали кратковременное учащение пульса- через 10 минут на 11 уд/мин., которое сменилось его урежением (на 28 уд/мин. меньше исходного показателя) (Рис.2).

Все описанные изменения сопровождались снижением количества дыхательных движений. Спустя 30 минут после введения раствора золетила глубина и частота дыхания начали восстанавливаться, но первоначального уровня, как и все другие показатели, достигли через сутки (Рис.3).

3 группа: После введения рометара все изменения в состоянии животных третьей группы были аналогичны изменениям, обнаруженным у кроликов первой группы.

Через 5 минут после внутримышечного введения золетила наступала полная релаксация мышц, отсутствовали корнеальный рефлекс и болевая чувствительность, зрачок расширялся.

В среднем по группе через 30 минут корнеальный рефлекс и болевая чувствительность восстанавливались. Через час животные пытались вставать, а самостоятельно передвигаться начинали через 1,5 часа после введения золетила. Отсутствие болевой чувствительности в течение 30 минут позволяет выполнить такие операции, как овариогистерэктомия самок, кастрация самцов, ушивание ран и др.

После введения золетила у кроликов начиналось снижение температуры тела, которая через 10 минут была на 0,4Т, через 30 минут на 1,4°С, а через час на 2,5°С ниже исходного значения (Рис.1).

Наблюдавшееся после введения рометара урежение пульса, после введения золетила сменялось его постепенной нормализацией (через 30 минут - 172 уд/мин.), после чего вновь наблюдалась брадикардия (155 уд/мин через 1 час после начала введения кроликов в состояние общей анестезии) (Рис.2).

Описанные изменения сопровождались урежением дыхания. Количество дыхательных движений через 30 минут после введения золетила становилось минимальным (38 дых.дв/мин). Затем количество дыхательных движений постепенно увеличивалось и через 3 часа составляло 76 в минуту (Рис.3).

Проведенные через 24 часа наблюдения показали, что общее состояние и пищевая возбудимость кроликов, а также поедаемость ими корма были хорошими. Данные температуры, пульса и дыхания не имели существенных отличий от установленных до начала применения изучаемых препаратов.

Таким образом, проведенные исследования позволяют считать наиболее оптимальным выбор метода, проводившегося у животных третьей опытной группы: общая анестезия кроликов с применением рометара для премедикации, а на его фоне - золетила в указанных дозах.

журнал "Ветеринарная клиника" №1 2008

Мелентьев Олег Николаевич, кандидат ветеринарных наук, ветеринарный врач центра ветеринарной медицины «Ветус».

Значительные биологические особенности кроликов, отличающие их от других домашних животных, необходимо учитывать и в послеоперационный период. Кролика для восстановления после наркоза помещают на теплую подстилку или в обогреваемую клетку с теплым полом (рис. 1, 3), необходима температура около 35˚С. Как только температура тела кролика стабилизируется, и кролик сможет сидеть на лапах, обогрев необходимо уменьшить до 26-28˚С, так как кролики в таком состоянии не могут часто дышать и чувствительны к гипертермии. Отсутствие внешних раздражителей и комфортные условия внешней среды облегчают восстановление после наркоза. Только полностью пробудившегося кролика можно содержать при комнатной температуре.

Для содержания лучше всего подобрать помещение, где нет других животных и отсутствует их запах. Как только кролик восстановится достаточно для того, чтобы есть и пить, необходимо обеспечить его водой и кормом. Сразу после пробуждения и весь послеоперационный период предпочтительнее давать сено, траву, морковь. После экстракции резцов необходимо давать кролику мягкий, пюреобразный или тертый корм. Сено хорошего качества можно использовать и как подстилку для придания кролику положения на груди (рис. 2).

Хорошая техника операции, быстрота ее проведения и подходящий шовный материал уменьшают дискомфорт в области операционной раны, но в большинстве случаев требуется послеоперационная анальгезия. Оценка боли у кроликов может быть затруднена, так как они не проявляют многих признаков боли, характерных для животных других видов, а тихо сидят около задней стенки клетки, не реагируя на окружающее. Кролики чрезвычайно чувствительны к боли, особенно после операций на брюшной полости и удаления резцов. Боль и стресс стимулируют симпатическую нервную систему, снижают моторику желудочно-кишечного тракта. Снижение моторики кишечника является пусковым механизмом развития каскада неблагоприятных процессов, которые приводят к липидозу печени и смерти .

Определить наличие боли можно путем наблюдения за животным, но для этого необходимо близкое общение с ним до операции и знание особенностей его поведения. Такие физиологические параметры, как температура тела, частота сердечных сокращений и дыхания, под действием боли изменяются, но для определения этих параметров необходимо вытащить кролика из клетки, что уже само по себе способно вызвать их изменение. Кролики, испытывающие боль, не подходят к передней стенке клетки при виде корма. Они не ухаживают за шерстью и могут стать агрессивными по отношению к другим животным, содержащимся в этой же клетке. Боль в брюшной полости может проявляться принятием согнутого положения тела и скрежетом зубов. Иногда кролики ведут себя беспокойно, периодически подпрыгивают и крутятся по дну клетки. Следствием боли является полный отказ от корма .

Анальгезия лабораторных животных, в том числе кроликов, изучена в значительной степени. Для определения эффективности анальгетиков была разработана система оценки боли, хотя индивидуальные особенности могут влиять на восприятие боли, особенно средней интенсивности. Дозы препаратов, требующиеся для обеспечения анальгезии, зависят от раздражителя , поэтому необходимо следить за кроликом и определять его реакцию на анальгезию. Боль – это состояние, угрожающее жизни кролика, поэтому все кролики, испытывающие боль, должны быть обеспечены анальгезией.

Анальгезия – это "отсутствие болевой чувствительности или облегчение боли без утраты сознания" . В ответ на боль и другие стресс-факторы освобождаются эндогенные опиоиды и уменьшают болевую чувствительность. Воспаление или гипоксия в месте повреждения приводят к освобождению ноцицептивных веществ, таких как кинины, которые, в свою очередь, стимулируют образование простагландинов.

Опиоидные анальгетики – препараты центрального действия, используемые при сильном болевом синдроме, оказывают специфическое влияние на центральную нервную систему. Фармакологические эффекты связаны с влиянием на опиоидные рецепторы ЦНС. Разнообразные опиоидные рецепторы обнаружены в головном мозге, спинном мозге и в других тканях, в том числе и в желудочно-кишечном тракте. Опиоиды вызывают определенный эффект в зависимости от типа рецепторов, и в их действии имеются видовые различия:

– µ- (mu) рецепторы главным образом отвечают за супраспинальную анальгезию, эйфорию, угнетение дыхания и вызывают у человека физическую зависимость;
– к- (kappa) рецепторы в основном отвечают за спинальную анальгезию, миоз и седацию ;
– σ- (sigma) рецепторы отвечают за дисфорию (угрюмое, ворчливо-раздражительное, злобное настроение с повышенным беспокойством в ответ на любой внешний раздражитель), галлюцинации, возбуждение дыхания и различные вазомоторные эффекты.

Другие рецепторы, такие как δ- (delta) рецепторы, имеются в различных тканях . Воздействие на µ- и к-рецепторы наиболее важно для облегчения боли.
Другие воздействия, такие как угнетение дыхания, седация или воздействие на моторику желудочно-кишечного тракта, могут быть или не быть полезными в зависимости от ситуации, когда эти препараты применяются .

У кроликов наркотические анальгетики используются для обеспечения анальгезии и, в некоторых случаях, для анестезии . Их также можно применять после анестезии для продления анальгетического эффекта. С другой стороны, наркотические анальгетики вызывают у кроликов угнетение дыхания и психики, гипотермию и брадикардию.

Бупренорфин (Buprenorphine) – сильный, длительно действующий анальгетик, частичный опиоидный агонист. У кроликов используется для длительной анальгезии с целью устранения острой или хронической боли в области внутренних органов в дозе 0,02-0,05 мг/кг перорально или внутримышечно каждые 6-12 часов; 0,5 мг/кг ректально каждые 12 часов . Бупренорфин также применяют для предотвращения угнетающего воздействия на дыхание фентанила после операций, когда для наркоза используют комбинацию фентанил/флюанизон и бензодиазепины .

Буторфанол (Butorphanol) – синтетический агонист-антагонист опиоидных рецепторов. У кроликов буторфанол обеспечивает анальгезию и легкую седацию, не вызывает угнетение дыхания, если не использовать высокие дозы . Применяют для снятия послеоперационной боли в дозе 0,4 мг/кг перорально каждые 4-6 часов .

Исследованиями доказано, что использование высоких доз буторфанола вызывает меньший анальгетический эффект, чем более низких . Период полувыведения буторфанола у кроликов в дозе 0,5 мг/кг составляет 1,64 часа после внутривенного применения и 3,16 часа после подкожного . Буторфанол можно использовать для устранения угнетающего воздействия на дыхание µ-агонистов, таких как фентанил, морфин и пефидин.

Трамадол (Tramadol) – опиоидный анальгетик, производное циклогексанола. Неселективный агонист µ-, δ- и к-рецепторов в ЦНС. Представляет собой рацемат (+) и (-) изомеров (по 50%), которые различным образом участвуют в обезболивающем воздействии. Изомер (+) является чистым агонистом опиоидных рецепторов, имеет невысокий тропизм и не обладает выраженной селективностью по отношению к различным подтипам рецепторов. Изомер (-), угнетая нейрональный захват норадреналина, активирует нисходящие норадренергические влияния. Благодаря этому нарушается передача болевых импульсов в желатиновую субстанцию спинного мозга, что вызывает седативный эффект . В терапевтических дозах практически не угнетает дыхание. Оказывает противокашлевое действие. Более 80% трамадола выделяется у кроликов через почки . После перорального применения трамадола в дозе 11 мг/кг побочных эффектов не возникало. Период полувыведения составлял 145,4 +/- 81,0 минут; максимальная концентрация в плазме крови 135,3 +/- 89,1 нг/мл . Рекомендуемая для кроликов доза – 2,0-4,0 мг/кг каждые 12 часов.

Фентанил/флюанизон (Fentanyl/fluanisone). Фентанил – сильный опиоидный агонист, действующий преимущественно на µ-рецепторы и вызывающий анальгезию, угнетение дыхания и – у людей – эйфорию. По силе анальгетического действия в 20-100 раз превышает морфин . Его анальгетический эффект усиливается флюанизоном, который также снимает угнетающее воздействие на дыхание. По мнению многих авторов, это лучший препарат, используемый у кроликов для седации и анестезии, глубокая анальгезия продолжается 3 часа после введения . Комбинацию фентанил/флюанизон используют для премедикации, седации и сильной анальгезии или, в сочетании с мидазоламом, для анестезии.

В некоторых случаях альтернативой опиоидным анальгетикам могут быть нестероидные противовоспалительные средства (НПВС), которые ингибируют синтез циклооксигеназы, простагландинов и сходных с ними веществ. Циклооксигеназа – это фермент, способствующий образованию простагландинов из арахидоновой кислоты клеточных мембран. Существует два изомера циклооксигеназы: COX-1 и COX-2. Все НПВС обладают анальгезирующими, антипиретическими и противовоспалительными свойствами. Их потенциальный токсический эффект связан с изомерами циклооксигеназы. COX-1 обладает рядом физиологических свойств, и ингибирование COX-1 считается причиной большинства токсических эффектов НПВС. COX-2 образуется в местах воспаления под действием медиаторов воспаления .
Карпрофен меньше ингибирует циклооксигеназу и поэтому менее токсичен, он имеет другой механизм действия. Структура молекулы также влияет на фармакологическое действие, особенно НПВС, относящихся к группе 2-arylproprionic acid subgroup (производные пропионовой кислоты: карпрофен, кетопрофен и ведапрофен). У некоторых видов животных их метаболизм имеет отличия. Обычно интервал применения НПВС у новорожденных и старых животных должен быть больше для снижения токсичности .

Подавление нормальной регуляции простагландинами может привести к недостаточной перфузии в почках у гипотензивных пациентов и к острой почечной недостаточности. Такое случается во время анестезии, особенно если есть значительная кровопотеря, тогда следует поддерживать кровяное давление введением необходимого количества растворов. Желательно делать 24-часовой перерыв между применением НПВС разных типов.
НПВС могут использоваться для послеоперационной анальгезии и лечения хронических остеоартритов. Действие НПВС на синтез простагландинов у кроликов значительно. Простагландины стимулируют выделение у кроликов мягкого кала, ингибируя перистальтику проксимального отдела кишечника и стимулируя моторику дистальных отделов.

Аспирин (Aspirin) ингибирует циклооксигеназу, что приводит к уменьшению синтеза простагландинов и тромбоксантов, уменьшает агрегацию тромбоцитов и воспаление. Аспирин – эффективный анальгетик для кроликов , он применяется как средство первой помощи, поэтому многие владельцы кроликов имеют его у себя дома. Доза для перорального применения составляет 100 мг/кг. Максимальная концентрация в сыворотке крови у кроликов достигается через 1-2 часа. Аспирин может вызывать уменьшение количества тромбоцитов и тенденцию к кровотечению у лабораторных кроликов . Анальгезирующие свойства слабее по сравнению с некоторыми другими НПВС, такими как карпрофен и флуниксин.

Карпрофен (Carprofen) – слабый ингибитор циклооксигеназы с низким соотношением COX-1:COX-2 и минимальным токсическим эффектом. Карпрофен в связи с его доступностью можно назначать после хирургических операций всем пациентам. Хотя он может применяться перорально (1,5 мг/кг 2 раза в день), исследования показали, что лучше вводить его подкожно или внутривенно (2-4 мг/кг 1 раз в день) .
При подкожном введении могут возникнуть неблагоприятные последствия, связанные с возможным попаданием препарата в дерму. Для снижения количества осложнений необходимо быть уверенным, что препарат попал в подкожную клетчатку, а не в дерму, и сделать массаж области введения препарата после инъекции. Карпрофен особенно показан при острых болях после переломов и травм.

Флуниксин (Flunixin) – мощный ингибитор циклооксигеназы, который успешно используется как противовоспалительное средство у коров и лошадей. Производители не рекомендуют использовать его, пока пациент полностью не вышел из общей анестезии, поскольку этот НПВС может привести к уменьшению почечного кровотока. Он также не может применяться одновременно с другими нефротоксичными препаратами, такими как гентамицин . Флуниксин может быть использован как анальгетик и противовоспалительный препарат у кроликов в дозе 1,1 мг/кг 2 раза в день, подкожно .
Представляет интерес возможность применения ингибиторов циклооксигеназы для лечения энтеротоксемии. Elmas M. еt al. (2008) успешно применили с этой целью 2,2 мг/кг флуниксина и 5 мг/кг энрофлоксацина внутривенно .

Кетопрофен (Ketoprofen). Применение кетопрофена описано у мелких млекопитающих, включая кроликов , он является альтернативой карпрофену и мелоксикаму. Применяют перорально, два раза в день, в дозе 1-3 мг/кг.

Мелоксикам (Meloxicam) – это НПВС с низким отношением COX-1:COX-2 . Он обладает сильным антиартритным действием и небольшой способностью провоцировать появление раздражения желудка у животных, по сравнению с другими НПВС . Исследования его токсичности показали хорошую переносимость и прекрасную устойчивость к нему тканей кроликов .

Освобождение желудка от данного препарата и интестинальный транспорт не изменяются от терапевтических доз мелоксикама, за исключением кратковременного воздействия на кислотность желудка. Дозы, существенно превышающие рекомендованные для противовоспалительного действия, не влияли на экскрецию воды, электролитов и креатинина на протяжении всего периода наблюдения. После однократного перорального применения мелоксикама в дозе 0,3 и 1,5 мг/кг максимальная концентрация препарата в плазме достигалась через 6-8 часов и составляла 0,14 и 3,0 мкг/мл соответственно, снижаясь до неопределяемого уровня за 24 часа. При пятидневном применении препарата кумуляции его не наблюдали, для достижения необходимой терапевтической концентрации при применении один раз в день необходимы дозы, превышающие 0,3 мг/кг . Кроликам препарат можно давать с цветочным медом для долгосрочной анальгезии при болезненных состояниях, таких как артрит или спондилез, в дозе 0,1-0,2 мг/кг каждые 12 часов.

Carpenter J. W. еt al. (2009), изучая фармакокинетику мелоксикама у кроликов, установили, что достаточно перорального использования препарата в дозе 0,2-0,3 мг/кг один раз в день, и не обнаружили побочных эффектов, применяя его в течение 10 дней. Максимальная концентрация препарата в плазме в первый день была 0,17 мкг/кг, на 10-й день – 0,24 мкг/кг . Кроме того, Salhab A. S. еt al. (2001) установили, что мелоксикам в дозе 20 мг/кг интраперитонеально ингибирует овуляцию у крольчих при введении через 2 и 5 часов после коитуса .

НПВС выбирают с учетом их анальгетической и противовоспалительной активности. Такие препараты, как флуниксин и карпрофен, обеспечивают анальгетическое действие, сравнимое с опиоидными анальгетиками. Leach M. C. еt al. (2009) изучили влияние боли и стресса на поведение кроликов после овариогистерэктомии и возможность применения мелоксикама в послеоперационный период. Установили, что для достаточной анальгезии при повреждении мягких тканей кролику необходимы большие дозы препарата (начальная доза – 1 мг/кг, последующая – 0,5 мг/кг/день) или сочетание мелоксикама с опиоидными анальгетиками .
Cooper C. S. еt al. (2009) сравнивали влияние на аппетит кроликов мелоксикама и бупренорфина в течение 7 дней после операции, количество фекалий и мочи, вес тела и уровень анальгезии и пришли к выводу, что мелоксикам является хорошей альтернативой бупренорфину и при его применении риск развития анорексии и желудочно-кишечного стаза минимальный .

Для уверенности в адекватности анестезии можно использовать одновременно опиоидные анальгетики и НПВС с минимальной опасностью побочных эффектов.
Когда кролика отдают из стационара, владельца инструктируют о необходимости внимательно наблюдать за поведением питомца, употреблением корма и выделением твердого кала. Кролика необходимо привезти для повторного осмотра, если он не ест более 24 часов. Если владелец кролика не уверен, что кролик ест или его аппетит снижен, необходимо госпитализировать животное для дальнейшего наблюдения. Кролик, который не начинает есть после операции, нуждается в лечении для профилактики или устранения желудочно-кишечного стаза и в пересмотре назначений на послеоперационный период.

Литература

Список

1. Пламб, Дональд К. Фармакологические препараты в ветеринарной медицине // М., 2002. – 856 с.
2. Aeschbacher, G. Rabbit anesthesia // Compendium on Continuing Education, 1995, 17, 1003-1011.
3. Carpenter J. W., Pollock C. G., Koch D. E., Hunter R. P. Single and multiple-dose pharmacokinetics of meloxicam after oral administration to the rabbit (Oryctolagus cuniculus) // J Zoo Wildl Med. 2009 Dec; 40(4): 601-6.
4. Cooper C. S., Metcalf-Pate K. A., Barat C. E., Cook J. A., Scorpio D. G. Comparison of side effects between buprenorphine and meloxicam used postoperatively in Dutch belted rabbits (Oryctolagus cuniculus) // J Am Assoc Lab Anim Sci. 2009 May; 48(3): 279-85.
5. Elmas M., Yazar E., Uney K., Er Karabacak A., Traş B. Pharmacokinetics of enrofloxacin and flunixin meglumine and interactions between both drugs after intravenous co-administration in healthy and endotoxaemic rabbits // Vet J. 2008 Sep; 177(3): 418-24. Epub 2007 Jul 17.
6. Fujibayashi K., Sakamoto K., Watanabe M., Iizuka Y. Pharmacological properties of R-84760, a novel kappa-opioid receptor agonist // Eur J Pharmacol. 1994 Aug 11; 261(1-2): 133-40.
7. Flecknell P. A. The relief of pain in laboratory animals // Lab Anim., 1984; 18, 147-160.
8. Flecknell P. A. Analgesia in small mammals // Sem Avian Exotic Pet Med., 1998; 7, 41-47.
9. Flecknell P. A., Liles J. H., Wootton R. Reversal of fentanyl/fluanisone neuroleptanalgesia in the rabbit using mixed agonist/antagonist opioids // Lab Anim. 1989 Apr; 23(2): 147-55.
10. Green C. J. Neuroleptanalgesic drug combinations in the anaesthetic management of small laboratory animals // Lab Anim., 1975; 9, 161–178.
11. Hawkins M. G., Taylor I. T., Craigmill A. L., Tell L. A. Enantioselective pharmacokinetics of racemic carprofen in New Zealand white rabbits // J Vet Pharmacol Ther. 2008 Oct; 31(5): 423-30.
12. Hayashida M., Fukunaga A., Fukuda K., Yamazaki S. Y., Arita H., Hanaoka K. A rabbit model for evaluation of surgical anesthesia and analgesia: characterization and validation with isoflurane anesthesia and fentanyl analgesia // J Anesth. 2004; 18(4): 282-91.
13. Hubbell J. A., Muir W. W. Evaluation of a survey of the diplomates of the American College of Laboratory Animal Medicine on use of analgesic agents in animals used in biomedical research // J Am Vet Med Assoc. 1996 Sep 1; 209(5): 918-21.
14. Jenkins W. L. Pharmacologic aspects of analgesic drugs in animals: an overview // J Am Vet Med Assoc., 1987; 191, 1231–1240.
15. Karachalios T., Boursinos L., Poultsides L., Khaldi L., Malizos K. N. The effects of the short-term administration of low therapeutic doses of anti-COX-2 agents on the healing of fracture // An experimental study in rabbits. J Bone Joint Surg Br. 2007 Sep; 89(9): 1253-60.
16. Leach M. C., Allweiler S., Richardson C., Roughan J. V., Narbe R., Flecknell P. A. Behavioural effects of ovariohysterectomy and oral administration of meloxicam in laboratory housed rabbits // Res Vet Sci. 2009 Oct; 87(2): 336-47. Epub 2009 Mar 19.
17. Lintz W., Erlaçin S., Frankus E., Uragg H. Biotransformation of tramadol in man and animal Arzneimittelforschung. 1981; 31(11): 1932-43.
18. Miyazaki Y., Horii Y., Ikenaga N., Shimoda M., Kokue E. Possible active transport mechanism in pharmacokinetics of flunixin-meglumine in rabbits // J Vet Med Sci. 2001 Aug; 63(8): 885-8.
19. Ohya M., Taguchi H., Mima M., Koumoto K., Fukae T., Uchida M. Effects of morphine, buprenorphine and butorphanol on airway dynamics of the rabbit // Masui. 1993 Apr; 42(4): 498-503.
20. Osterloh G., Friderichs E., Felgenhauer F., Günzler W. A., Henmi Z., Kitano T., Nakamura M., Hayashi H., Ishii I. General pharmacological studies on tramadol, a potent analgetic agent Arzneimittelforschung. 1978; 28(1a): 135-51.
21. Portnoy L. G., Hustead D. R. Pharmacokinetics of butorphanol tartrate in rabbits // Am J Vet Res., 1992; 53, 541.
22. Richardson V. C. G. Rabbits Health, Husbandry and Diseases. Blackwell Science Ltd, 2000. – 178 р.
23. Salhab A. S., Gharaibeh M. N., Shomaf M. S., Amro B. I. Meloxicam inhibits rabbit ovulation // Contraception. 2001 Jun; 63(6): 329-33.
24. Small Animal Clinical Pharmacology / Jill Maddison еt al. – Elsevier Limited, 2008. – 589 p.
25. Stephen J. Birchard, Robert G. Sherding – Saunders Manual of Small Animal Practice, Third Edition, 2005. – 2008 p.
26. Souza M. J., Greenacre C. B., Cox S. K. Pharmacokinetics of orally administered tramadol in domestic rabbits (Oryctolagus cuniculus). Am J Vet Res. 2008 Aug; 69(8): 979-82
27. Turner P. V., Chen H. C., Taylor W. M. Pharmacokinetics of meloxicam in rabbits after single and repeat oral dosing // Comp Med. 2006 Feb; 56(1): 63-7.
28. Turner P. V., Kerr C. L., Healy A. J., Taylor W. M. Effect of meloxicam and butorphanol on minimum alveolar concentration of isoflurane in rabbits // Am J Vet Res. 2006 May; 67(5): 770-4.
29. Wixson S. K. Anesthesia and analgesia. In The Biology of the Laboratory Rabbit, Academic Press, 2nd edn. 1994 (P. J. Manning and D. H. Ringler, eds). pp 87–109.

Почему кроликов кастрируют или стерилизуют:
-Считается, что кастрированные и стерилизованные кролики обладают более крепким здоровьем, а следовательно и живут дольше. Стерилизацией крольчих вы фактически устраняете риск получения раковых заболеваний репродуктивных органов самок. Кастрированный самец же проживет гораздо дольше и получит меньше увечий из-за того, перестанет пытаться драться с другим домашними животными (другие кролики, коты и пр.).
—Кастрированные и стерилизованные кролики более дружелюбные и компанейские. Они спокойнее, боле ласковые, предсказуемые. Кроме того, кроли совершают куда меньше поломок в доме (меньше грызут мебель и роют норы в коврах), снижается агрессия (попытки укусить, поцарапать, нарычать на хозяев, вырваться и убежать). После операции они
-Перестают метить. После кастрации и стерилизации кролики, как самцы, так и самки, перестают метить территорию и гораздо легче приучаются ходит в туалет в одно место, нежели до этого.
—Кастрация и стерилизация кроликов – это своего рода ваш в вклад в контроль за рождаемостью животных. Более 15000 замечательных домашних животных, таких как кошки, кролики, собаки ежегодно погибают в нашей стране (в данном контексте США) от холода и голода будучи оставленными своими хозяевами на произвол судьбы. Многие животные погибают от того, что их выпускают в лесопарки или просто на улицу, где они лишены пищи и погибают от болезней, а также являются легкой добычей для других животных и или погибают перебегая дорогу. Вовсе не факт, что крольчата, которых вы сдадите в зоомагазин обретут лучшую долю. Т.к. они будут проданы как товар первому попавшему покупателю и никто не будет проверять для какой цели покупаются животные. Многие крольчата пойдут на корм змеям или будут куплены в качестве утехи для ребенка, которому вскоре надоест.
—Кастрированные и стерилизованные куда более благодушно и игриво относятся к новым друзьям. Кролики социальные животныи и она с удовольствием дружат с другими кроликами. Но пока они не стерилизованы, к сожалению они не могут относится к другому кролику как к другу, по причине сексуальных домогательств (к противоположному полу) или агрессии к кроликам того же пола, что вызвано гормонами.
—Операции по кастрации и стерилизации кроликов — безопасны (при условии, если вы обратились к опытному ветеринару). Ассоциация домашних кроликов www.rabbit.org сталкивалось с подобными операциями более тысячи раз. Смертельные случаи составляют примерно 0.1% от подобных операции, основная причина – анестезия. Опытный ветеринар специализирующий на кроликах проведет такую операцию практически без риска для здоровья вашего питомца. Не позволяйте ветеринару с низким стажем или не имеющего опыта большого опыта проводит подобные операции вашему питомцу.
Действительно ли операция безопасна для кроликов?
Подобная операция также безопасна для кроликов, как и для других животных. К сожалению, большинство ветеринаров не владеют техникой проведения безопасных операций для кроликов. Не позвольте, неопытному ветеринар или ветеринару который не работал с кроликами проводить операцию вашими питомцу. А также необходимо правильно ухаживать за кроликом до и после операции.
В каком возрасте кролика можно проводить операцию?
Самкам можно проводить операцию после наступления половой зрелости в 4 месяца, но большинство ветеринаров предпочитают дождаться шестимесячного возраста, так как для более молодых кроликов операция может менее безлопастной. Самцов кастрируют начиная с 3.5 месяцев, как только у них опустятся яичники, но большинство ветеринаров советуют подождать до пяти месяцев.
С какого возраста уже поздно проводить данную операцию?
Ветеринары считают по-разному, но в одном их мнения сходятся: после шестилетнего возраста как наркоз, так и сама операция становятся более опасными для здоровья. Эта идея всега своевременна, единственное, если ваш кролик старше двух лет, стоит сделать предварительное обследование особенно сердечно-сосудистой системы. Обследование может обойтись вам гораздо дороже самой операции, но оно может выявить причины по которым операция могла бы быть более опасной для вашего питомца. Предварительно обследование особенно важно для выбора наркоза.
Как определить, была ли стерилизована самка у предыдущих хозяев или заводчика?
Велика вероятность того, что самка не была стерилизована. Можно побрить низ живота и посмотреть есть ли там шрам. Однако современные технические приемы позволяют ветеринарам проводить подобные операции без шрамов. Есть шанс, что ветеринар поставит клеймо на животе, свидетельствующее о проведенной операции, но это маловероятно. Поэтому единственный способ это проверить э то еще одна операция.
Какие вопросы мне стоит задать в ветеринарной клинике ветеринару?
Сколько хозяев кроликов обращается к вам в год?
Сколько операций по кастрации/стерилизации кроликов данный ветеринар провел за последний год?
Каков процент удачных операций? 90% успешных операций – это слишком маленький процент для такого рода операций. Любой доктор, ветеринар или человеческий, теряет пациента по случайности, как правило, из-за не диагностированного заболевания или недуга. Ветеринары по всей стране (США), кастрировавшие/стерилизовавшие кроликов для House Rabbit Society потеряли жизни менее 0,5% от общего числа прооперированных животных. — Если были летальные случаи, то что явилось причиной?
Удаляет ли врач и яичники, и матку? (ветеринар должен удалить оба органа)
Врач делает «открытую» или «закрытую» операцию по кастрации? (Закрытая предпочтительнее – позвольте врачу объяснить разницу).
Хирургический проход (entry) к яичкам будет сделан через мошонку или через брюшную полость? (Проход через брюшную полость необоснованно повышает травму кролика самца).
Требует ли ветеринар воздерживать животное от еды и питья до операции? (Лучше этого не делать – кролика не может вырвать, так что этого не стоит опасаться во время операции, и нельзя позволять, чтобы у кролика полностью опустошался пищеварительный тракт).
Какие анестетики будут использоваться? (Многие ветеринары весьма успешно проводят операции с использованием иного, чем изофлуран, анестетика. Но после них кролик будет как пьяный («hung over”), и, скорее всего не сможет долгое время после операции есть, что в свою очередь повлечет серьезные проблемы, если вовремя не заняться их решением.
Обсудите с ветеринаром операционный и послеоперационный уход. Узнайте, как будут выявляться возможные проблемы, как часто ветеринар или его помощник сможет зайти проведать вашего малыша? Будут ли они что-либо предпринимать для установления возможных послеоперационных проблем? Какой уход будет предоставлен вашему питомцу непосредственно после операции: кислород, тепло, покой (лающие собаки и мяукающие кошки в соседних клетках – не самый лучший вариант). Что врачи будут предпринимать для приведения кролика в чувства?! Задавайте вопросы! Это привлечет внимание ветеринара. Дайте ему понять, что вы озабочены здоровьем своего питомца и будете строго следить за его действиями.
Какой до- и послеоперационный уход следует предоставить кролику?
Давайте своему кролику ацидофилин пару дней до операции, просто чтобы быть уверенным, что у кролика все в порядке с пищеварительной системой.
Ни в коем случае не меняйте его рацион. После операции давайте также ацидофилин, пока аппетит не придет в норму.
Ежедневно проверяйте швы. После кастрации мошонка может быть наполнена жидкостью. Теплый компресс будет весьма кстати, но чрезмерно волноваться не стоит. Если появится намек на инфекцию, срочно покажите кролика ветеринару.
Держите прооперированную самку отдельно от самцов (кастрированных или нет не имеет значения), поскольку ей может быть нанесена серьезная травма, если самец попытается покрыть ее. После операции следите за тем, чтобы было тихо и спокойно, чтобы кролик не испугался и не запаниковал, не провоцируйте акробатические пируэты, но позвольте кролику свободно передвигаться в обжитом месте – кролик сам знает, что ему причинит боль, а что нет.
Многие ветеринары оставляют кроликов в клинике на ночь. Если же ветеринар разрешает вам забрать кролика домой, то вам необходимо знать следующее:
-Многие самцы, после операции возвращаясь домой, надеются обнаружить вкусный ужин, убедитесь, что у них есть любимые гранулы, вода и пучок свежего сена (хорошая свежая люцерна поможет кролику восстановить аппетит).
-Многие самки предпочитают, чтобы их оставили в покое, они не проявляют аппетита и будут тихо сидеть в дальнем углу клетки или в том уголке дома, где они будут уверены, что их не потревожат.
На следующее утро или к вечеру следующего после операции дня необходимо, чтобы кролик что-нибудь поел. Не имеет значения, что и сколько, так как с поступлением пищи пищеварительный тракт будет продолжать работать. Если кролик все-таки не ест, то, в крайнем случае, приготовьте ему смесь из кроличьих гранул (1 часть гранул и 2 части воды, тщательно измельчите в блендере, добавьте ацидофилин и кормите маленькими порциями через шприц (без иглы) с боковой стороны рта кролика). Самка случайно может снять швы. Наложите швы снова, а после соорудите повязку, обвернув вокруг ее живота столовое полотенце и закрепив его с помощью эластичного бандажа. Проследите, чтобы крольчиха могла свободно дышать, но чтобы бандаж был четко зафиксирован.